(Hinweis: Die Links der einzelnen Überschriften verweisen auf die einzelnen Post im Blog dieser Internetpräsenz.)

Zur Gefährdung der Art

Nachdem man auf Pulau Roti Schlangenhalsschildkröten fand, wurden diese ziemlich lange als isolierte Population von Chelodina novaeguineae angesehen – und gehandelt. Nach ihrer wissenschaftlichen Beschreibung 1994 durch A. RHODIN galten für die Art nicht mehr die indonesischen Schutzbestimmungen, die für C. novaeguineae erlassen wurden. Nach ihrer wissenschaftlichen Beschreibung 1994 durch A. RHODIN galten für sie nicht mehr die indonesischen Schutzbestimmungen, die für C. novaeguineae erlassen wurden. Es setzte ein schwunghafter Han­del mit diesen relativ klein bleibenden Schlangenhalsschildkröten ein, sodass Chelodina mccordi mittlerweile an den Rand der Ausrottung gebracht worden ist (SHEPHERD, IBARRONDO, 2005). Das ist ein bedauerlicher Sachverhalt, der leider oft auch auf andere neu beschriebene Arten zutrifft, da es sich ja um „Raritäten“ handelt (STUART et al., 2006).

Mittlerweile ist aber vor allem der Lebensraumverlust durch Neuanlage von intensiv bewirtschafteten Reisfeldern, Entwässerung und agrochemische Immissionen in die verbliebenen Habitate die Hauptbedrohung für die noch vorhandenen Restbestände. Der kommer­zielle Tierfang ist jedenfalls inzwischen nur noch von untergeordneter Bedeutung (SHEPHERD, IBARRONDO, 2005; MCCORD, JOSEPH-OUNI, HAGEN, 2007).

Die Art wird in den Roten Listen der IUCN als vom Aussterben bedroht geführt und unterliegt den CITES-Bestimmungen (Anhang II); die Ausfuhr aus Indonesien ist mittlerweile zwar mehr oder minder verboten, erfolgt aber (vielleicht) immer noch, wenn auch selten, auf illegalem Wege (SHEPHERD, IBARRONDO, 2005).

Um eine Erhaltungszucht von Chelodina mccordi zu koordinieren, wurde 1991 durch die ESF (European Studbook Foundation) ein Zuchtbuch eingerichtet (Damals noch für Chelodina novaeguineae) (ZWARTEPOORTE, 2005). Meine beiden Tiere sind in diesem aufgeführt. Eine Haltung einzelner Exemplare, „just for fun“ und ohne Aus­sicht auf Nachzucht, lehne ich bei dieser Art aus o.g. Gründen prinzipiell ab.

Verbreitung, Klima, Habitat

Auf Pulau Roti kommt Chelodina mccordi endemisch als einzige Schildkrötenart vor. Diese Insel ist südwestlich von Timor gelegen und gerade einmal 1.214 km² groß – zum Vergleich: Das entspricht ungefähr der Fläche von Berlin, Potsdam und Brandenburg/H. zusammen.

Klimadaten von Pulau Roti sind hier (klick!) zu finden; jedoch sind diese recht lückig. Deshalb habe ich auf die durchaus vergleichbaren Daten von Kupang auf dem benachbarten Timor (Davon existieren sogar Klimadiagramme im Netz!) zurückgegriffen. Anhand dieser Daten und allgemeinklimatischer Zusammenhänge und Satellitenbilder lässt sich einiges über das Klima und die Vegetation von Pulau Roti herleiten.

Diese Insel ist durch wechselfeuchtes tropisches Monsunklima gekennzeichnet. Dem Zenitstand der Sonne folgend, wechseln sich einmal jährlich eine humide Regenzeit (NW-Monsun) und eine ausgeprägte aride Trockenzeit (SO-Monsun) ab. Letztere fällt mit der (im Mittel!) etwas kühleren Jah­reszeit von Juni bis Oktober zusammen.

Die Jahresniederschlagsmenge beträgt ca. 1300 mm, was scheinbar zwar viel ist, aber durch die dort herrschenden Temperaturen und die damit verbundenen Verdunstungsraten relativiert wird – mit anderen Worten: Auch die Regenzeit ist im Großen und Ganzen vergleichsweise “trocken” (Man beachte die relativ wenigen Niederschlagstage pro Monat).

Die Niederschläge dürften in der ziemlich kurzen Regenzeit (November bis April, hauptsächlich aber Dezember bis März) in der Regel nachmittags aus hochreichender Konvektionsbewölkung fallen, weshalb sie oft von kurzer Dauer, dann aber ziemlich heftig sind. Und auch während der Regenzeit werden längere Trocken­perioden wohl nicht eben ungewöhnlich sein.

Im Jahresgang sind die Schwankungen der Temperaturen geringer als im Tages­gang (Tageszeitenklima). Diese sind in der Trockenzeit aufgrund der höheren nächtlichen Wärmeabstrahlung am höchsten. Der Trockenzeit folgt eine (kurze) Vorregenzeit mit einem spürbaren Anstieg der Temperaturen und der relativen Luftfeuchte. Dabei nehmen die Temperaturschwankungen allmählich ab. Während der Regenzeit sind diese am geringsten, die relative Luftfeuchte am höchsten. Gelegentlich können Zyklonen auftreten, die durch ihre enorme Zerstörungskraft auch Schildkrötenhabitate nachhaltig verändern können.

Tages- und Nachtlänge betragen um die 12 Stunden und schwanken im Jahresgang aufgrund der Nähe zum Äquator unerheblich.

Über die Vegetation von Pulau Roti, insbesondere der Habitate von Chelodina mccordi, konnten bisher keine exakten Daten ermittelt werden. Aber auch hier können anhand von Klimadaten, Satellitenbilder und weniger Habitatfotos durchaus Rückschlüsse gezogen werden.

Ursprünglich dürfte die Insel je nach Höhenlage und Expo­si­tion zur vorherrschen­den Windrichtung von mehr oder minder trockenen Monsunwäldern bewachsen gewesen sein. Satellitenaufnahmen zeigen, dass davon nur noch Reste vorhanden sind, die sich insbesondere auf wahrscheinlich nur schlecht zur landwirtschaftlichen Nutzung geeignete unzugängliche Flächen beschränken (Steilhänge!). Diese übrig gebliebenen Wälder sind durch verschiedene Nutzungen offensichtlich degradiert und einer mehr savannenartigen Landschaft gewichen, was sich auch leider in vielen anderen tropischen Waldgebieten beobachten lässt.

Die auf Satellitenaufnahmen auffallenden roten Böden (Latosole) deuten auf eine für tropische Gebiete typische, humusarme tonreiche oberste Bodenschicht hin. Dadurch sind vegetationsarme und -freie Flächen sehr erosionsgefährdet. Da sie zum Einsetzen der Regenzeit dem Niederschlagswasser (Starkregen!) einen hohen Benetzungswiderstand entgegensetzen, fließt das Wasser schnell ab und transportiert die tonigen Bodenpartikel in die Oberflächengewässer, welche dadurch verschlammen und verflachen bzw. in ihrer Fließgeschwindigkeit herab gesetzt werden. Der in Senken abgelagerte, dichte, sauerstoffarme und in den Trockenzeiten zu Schrumpfungen neigende Schlamm bietet nur wenigen angepassten Pflanzenarten (meist Gräsern) die Möglichkeit, solche Flächen zu besiedeln.

Auffällig sind galerie- und uferwaldartige Strukturen entlang der Flüsse und Seeufer. Solche Wälder sind durch mittlere Höhen, wenig geschlossenes Kronendach, Anpassungen an unterschiedliche Wasserstände (z.B. Atem- und Stelzwurzeln) und dichten, teilweise undurchdringlichen Unterwuchs gekennzeichnet. Durch die Be schattung ist eine dichte, lichtbedürftige Hydrophytenvegetation nur an vereinzelten Stellen zu finden, zumal eine Ansiedlung derselben durch regelmäßiges Trocken fallen erschwert wird.

Durch das trockene Klima und die damit verbundenen beschränkten Wasserressourcen sind nur sehr wenige Feuchtgebiete auf Pulau Roti vorhanden. RHODIN et al. (2004, zit. bei SHEPHERD, IBARRONDO, 2005) schätzen, dass das ursprüngliche Verbreitungsgebiet auf der Insel deswegen ohnehin weniger als 100 km² betragen hat. Diese wenigen, ohnehin durch abnehmende Niederschlagsmengen schrumpfenden Feuchtgebiete werden größtenteils durch landwirtschaftliche Nutzungen stark in Mitleidenschaft gezogen (s. Abb. 4), sodass für Chelodina mccordi nur noch sehr wenige Lebensräume zur Verfügung stehen (SHEPHERD, IBARRONDO, 2005).

So kommt Chelodina mccordi auf Pulau Roti in mehreren, allerdings sehr kleinen Populationen vor. Wahrscheinlich ausgerottet ist die Art in den Feuchtgebieten des zentralen Hochplateaus der Insel; andere, isolierte Vorkommen sind von den südwest- und nordöstlichen Tiefländern bekannt. Die Art bewohnt hier stehende und langsam fließende, eutrophe, schlammige Flachgewässer; vor allem Reisfelder, aber auch Sümpfe, Tümpel und Seen (SHEPHERD, IBARRONDO, 2005).

Aufgrund des Klimas ist davon auszugehen, dass viele dieser Gewässer saisonal austrocknen (MCCORD, JOSEPH-OUNI, HAGEN, 2007). Demzufolge dürfte C. mccordi auch (fakultativ) eine Trockenruhe halten.

Beschreibung

Da ich nach dem Erwerb meiner Tiere mit der Artzuordnung äußerst unsicher war, sollen hier im Folgenden die wichtigsten äußeren Bestimmungsmerkmale der Art dargestellt werden (vgl. RHODIN, 1994; RHODIN et al., 2008).

Meine ersten drei Tiere erstand ich zufällig in meiner „Lieblingszoohandlung“ als „Kommis­sionsware“. Es handelt sich wohl um Nachzuchten aus dem Frankfurter Raum. Eins der beiden Männchen gab ich aus (zwischenzeitlicher) Platznot ab; es verstarb leider nach einem dreiviertel Jahr bei seinem neuen Besitzer. Ein weiteres Männchen erwarb ich über einer Internet­annonce, musste es aber abgeben, da es vorher in einem deutlich zu kleinen Becken gehalten wurde und mit den neuen, vergleichsweise großzügigen Bedingungen „nicht klar kam“. Es planschte ständig an den Scheiben entlang, was den Hausfrieden aufgrund der damit verbundenen Geräuschentwicklung erheblich störte.

Zwar ist das Männchen das ganze Jahr über paarungsbereit, dennoch wurden „echte Beißereien“ unter den Tieren, egal in welcher Vergesellschaftung, bisher nicht beobachtet – was nicht heißen soll, dass sich die Tiere gelegentlich etwas „zwacken“. Auch scheues, zurückgezogenes Verhalten, panische Fluchtreaktionen und andere weniger signifikant stressbedingte Verhaltens­änderungen (vgl. MARAN, COUTARD, 2003) konnte ich bei meinen Tieren bis heute ebenfalls nicht feststellen.

Meine Tiere halte ich nunmehr in einem 120 x 70 x 50 – („Weibchenbecken”) und einem 150 x 50 x 50 – cm-(„Männchen“)Becken. Diese sind mit unterschwimmbaren Ei­ablageplätzen (40 x 25 x 15 cm) aus­gestattet; das Substrat ist ein Gemisch aus feinen Kokosfasern und anlehmigem (Buddel­kasten-)Sand. Verschie­dene Hölzer und Steine strukturieren die Becken und dienen teilweise als Aufstieg zu den Land­tei­len bzw. zur Wasserober­fläche. Die Eiablage­plätze sind mit Scindap­sus bepflanzt, dessen ins Wasser hängende Triebe durchaus attraktive Ad­ventivwurzeln bilden kön­nen und (in sicherlich be­schränktem Maße) Nitra­te binden.

Um den Schwimmraum nicht zusätzlich einzuengen, habe ich bisher auf Bodengrund verzichtet.

Das Wasser wird durch Außenfilter mit Filterschwämmen und Torf oder Kokosfaser gefiltert (Der Torf wird übrigens nach und nach aus Gründen der Nachhaltigkeit durch Kokosfaser ersetzt). Die durch Filtertorf, Kokosfaser und den Hölzern ins Wasser abgegebenen Huminstoffe senken den pH-Wert des Wassers, beugen dadurch Pilzbefall vor und erübrigen m. E. Experimente mit Schwarzem Tee oder dergleichen. Um die Standzeit der Filter zu erhöhen, verwende ich mit gutem Erfolg einen Vorfilter, der recht einfach zu reinigen ist.

Die Wassertemperaturen betragen im Sommer 26-28° C (an sehr warmen Tagen auch darüber, da sich unsere Wohnung zum größten Teil direkt über dem kaum isolierten Heizungskeller befindet). Die Lufttemperaturen liegen i.d.R. um 2-3°C darüber. Durch Abschalten von Heizung und Beleuchtung erfolgt ein nächtlicher Temperaturrückgang der Lufttemperaturen um ca. 5°C.; die des Wassers geht kaum zurück.

Das Weibchenbecken wird mit einer 70-W-HQI beleuchtet, die auch den Sonnenplatz auf 42 °C erwärmt. Ähnliches gilt für das Männchenbecken, nur dass es hier eine Lucky Reptile Bright Sun (70 W) ist, die den Sonnenplatz erwärmt.

Entsprechend der tropischen Verbreitung von C. mccordi wird auf eine Winterruhe verzichtet. Lediglich die Tageslänge wird in den Wintermonaten um zwei Stunden verkürzt, die Wassertemperaturen werden auf 25 °C und der Wasserspiegel um 10 cm gesenkt (“Trockenruhe“).

Da meine Tiere über das Futter mit Vitamin D₃ versorgt wurden (Korvimin ZVT^®), ver­zichtete ich bisher auf eine UV-Bestrahlung, zumal ich in der ersten Zeit nur ein einziges Mal feststellen konnte, dass sich ein Tier sonnte (Es handelte sich um das Weibchen, das kurz vor der Eiablage stand.).

Nach verschiedentlichen Hinweisen über sich sonnende C. mccordi installierte ich zur UV-Licht-Versorgung Osram-Ultra-Vitalux-Lampen, die täglich 30 Minuten zur Mittagszeit brennen (Diese wird demnächst durch eine “Bright-Sun”-Lampe ausgetauscht – s. o.). Das hat neben der Erhöhung des allgemeinen Wohlbefindens den Vorteil, dass die Tiere selbst ihren Vitamin-D₃-Haushalt regeln können.

Die Art gilt als karnivor. Allerdings scheint das nicht 100%ig zuzutreffen, da meine drei Exemplare, kaum dass sie in ihr Becken gesetzt wurden, eine prachtvoll entwickelte Cryptocoryne aponogetifolia innerhalb von nicht einmal zwei Stunden mit Stumpf und Stiel verspeisten (s. Abb.).

Das Füttern an sich gestaltet sich wegen der Gier der Tiere als nicht eben einfach. Es war nicht einmal ein Tag seit ihrem Einzug verstrichen – schon waren sie sofort zur Stelle, wenn sich jemand dem Aquarium näherte. Da sie mit gereckten Hälsen nach Futter betteln und dabei sich schwimmend halb aus dem Wasser heben, muss ich alles Futter entweder fein säuberlich von der Pinzette in die Mäuler stopfen oder (was ich bevorzuge) „heimlich“ füttern, d.h. im Vorbeigehen schnell die entsprechende Futterportion in das Becken werfen. Sonst schwimmen die Tiere sofort zur Frontscheibe und wirbeln durch ihre intensiven Schwimmbewegungen alles Futter unter die Dekorationsmaterialien, wo es möglicherweise nicht von ihnen gefunden oder erreicht werden kann.

Die (erwachsenen) Tiere sind sehr gefräßig und wahrlich keine Kost­verächter. Verfüttert werden (Was­ser-) Gehäuseschnecken, unge­schälte Grön­land­crevetten, Süßwasser­schnec­ken- und Miesmuschelfleisch, Insekten und Insekten­larven und Regenwürmer (Miesmuschelfleisch und Grönlandcrevetten werden vor dem Verfüttern bzw. der Verarbeitung gründlich gewässert, da sie sehr viel Salz enthalten.). Selbst die beim „Krabbenpulen“ anfallen­den wenig gehaltvollen Thoraxe der Grönlandcrevetten (die übrigens auch nicht eben klein sind) werden gierig ver­schlungen und auch vollständig verdaut. Die Futterbrocken sind nicht größer als das Maul, da die Art nur schlecht „abbeißen“ kann (Saugschnapper!).

Gelegentlich werden mehr oder weniger aus­gewachsene Apfelschnecken verfüt­tert. Deren Gehäuse können zwar von den Tieren nicht oder nur schlecht geknackt werden, dennoch werden sie nach und nach verspeist: Wenn die Schnecke ihren Körper aus dem Gehäuse schiebt, beißt die Schildkröte zu und zieht unter kraftvollen Bewegun­gen den Körper der Schnecke aus dem Gehäuse. Dabei ist das „Talent“ der einzelnen Individuen… naja… unterschied­lich.

Da die Art von Hause aus ein hervorragender Fischfänger und -fresser ist, reiche ich nach Möglichkeit auch lebende Fische (meist Guppys) und Marmorkrebse. Diese werden durch geschicktes Saugschnappen erbeutet. Ansonsten werden auch aufgetaute Stinte und andere kleine Fische, die Freunde gelegentlich vom Angeln mitbringen (meist Ukeleie), verfüttert.

Zur zusätzlichen Kalziumversorgung ins Becken gegebene Sepiaschulpe oder Eierschalen wurden ignoriert. Dagegen „knabbern“ die Tiere regelmäßig an alten Schneckenhäusern.

Zu ungefähr 75 % der Nahrung jedoch wird Futterpudding gereicht.

Gefüttert wird zu unterschiedlichen Tageszeiten (um eine Gewöhnung an bestimmte Futterzeiten zu vermeiden), zwei- bis dreimal die Woche, gelegentlich auch weniger oft, dafür dann aber größere Portionen. Während der Trächtigkeit wird dem Weibchen täglich Futter gereicht.

Gelegentliche Futterengpässe wurden auch mal mit Welpenpellets oder Katzenfutter überbrückt, erstere aber nur ungern von den Tieren angenommen…

Krankheiten

Prinzipiell gilt: Eigenes Herumexperimentieren führt selten zum Erfolg. Ist ein Tier krank, muss es einem schildkrötenerfahrenen Tierarzt vorgestellt werden!

Die Schlüpflingen gelten als anfällig für Pseudomonadeninfektionen, wogegen mit gutem Erfolg dem Wasser Milchsäure (5 ml/l) zugesetzt wurde. Das Wasser muss dann aber täglich gewechselt werden (FONTIJNE, mündl. u. schriftl. Mitt.). Des Weiteren neigen sie zu Rachitis, weshalb sehr auf eine ausgewogene mineralstoff- und vitaminreiche Ernährung (vgl. auch hier) zu achten ist.

Bei meinen Adulti sind bisher bis auf kleinere Blessuren, die meist während des doch gelegentlich etwas ruppigen Miteinanders während der Paarung geschehen, keine Krankheiten aufgetreten (s. Abb.).

Vor kurzem hatte sich jedoch das Weibchen an einem vorderen Zeh verletzt, was nicht wie üblich von selbst abheilte. Ich musste es dem Tierarzt vorstellen, der das durchaus probate Panolog verordnete – die Wunde war bakteriell infiziert und nekrotisch. Nun musste das Tier (es war hochträchtig!) täglich zweimal aus dem Becken genommen werden; es musste etwas abtrocknen und die Wunde mit der Salbe bestrichen werden. Die Salbe braucht auch etwas Einwirkzeit, weshalb ich das Tier nicht gleich ins Becken zurücksetzen konnte. Dabei entsteht Stress – logisch! Stress ist aber nicht gut, wenn das Weibchen trächtig ist, es könnte die Eier „übertragen“ (also so lange im Körper behalten, biss die Schale zu dick wird und der Embryo nicht mehr atmen oder die dicke Schale nicht mehr durchbrechen kann). Oder (noch schlimmer) eine Legenot bekommen. Deswegen brach ich bald die Behandlung ab und ging dazu über, die Wunde mit Propolis zu behandeln, da dieses Mittel nicht wasserlöslich ist. Inzwischen heilt die Verletzung gut ab.

In diesem Zusammenhang muss ich auch erwähnen, dass sich ein aus Platzgründen abgegebenes Männchen bei dem dortigen Halter mit einer Knochentuberkulose infizierte. Es wurde anfangs erfolgreich mit zwei Nifurpirinol-Derivaten behandelt (Sera^® und JBL^®); das Tier fraß wieder, sonnte sich regelmäßig und ausgiebig, und die Bildung von neuem Kallusgewebe konnte beobachtet werden. Nach anfänglicher Besserung über mehrere Monate hinweg (mit sichtbarer Abheilung der krankhaften Stellen) verschlechterte sich jedoch der Allgemeinzustand des Tieres plötzlich rapide, und es verstarb.

Nachzucht

Paarung

Zur Paarung werden einmal im Monat für ein paar Tage die beiden Tiere zusammengesetzt. Eine erfolgreiche Paarung konnte ich zwar bisher noch nicht beobachten, wohl aber das Paarungsverhalten: Das Männchen nähert sich mit ausgestrecktem Hals unter ruckartigem Kopfnicken (ca. 1x pro Sekunde) dem Weibchen, welches bald beginnt, ebenfalls mit dem Kopf zu nicken.

Dann reitet das Männchen auf und versucht, seinen Penis in die Kloake des Weibchens einzuführen. Dabei pendelt es mit dem Hals horizontal hin und her, reißt das Maul auf und dehnt den Schlund, was in Allem einen recht orgiastischen Eindruck beim unbefangenen Beobachter hinterlässt. Ein Verbeißen in den Hals des Weibchens (MARAN, COUTARD, 2003) konnte ich bisher nur einmal (kurz) beobachten.

Eiablage

Die Eiablage erfolgte bei meinem Weibchen bisher ungefähr alle 6 – 7 Wochen von Juni bis September und Dezember bis März, in der Regel nachts. Vorher unternimmt es einige „Probebohrungen“. Nur wenn das Substrat höher als 14 cm aufgefüllt und auch feucht genug ist (auch wenn das Weibchen beim Graben das Substrat mit Wasser aus der Analblase anfeuchtet), kommt es zur Eiablage. Sind die Bedingungen des Eiablageplatzes nicht ausreichend, legt das Weibchen die Eier ins Wasser (im besten Falle; anderenfalls droht Legenot!) und verspeist sie dann anschließend umgehend.

Die Gelegegröße schwankte bisher zwischen 4 und 14 Eiern. Die Eier werden während der Entnahme aus dem Ablagesubstrat mit einem weichen Bleistift an der Oberseite mit dem Ablagedatum und einer Nummer versehen, um ein versehentliches Verdrehen zu vermeiden und sie ihrem Legedatum auch später sicher zuordnen zu können.

Bisher betrugen die Abmaße der Eier nach der Ablage um die 30x 20 mm bei einem Gewicht von durchschnittlich 6,6 g. Nur gerade erst gelegte Eier werden sofort vermessen; ist das Gelege älter als 12 Stunden, sehe ich davon ab, um die Entwicklung der Eier nicht zu stören.

Zeitigung

Die Eizeitigung erfolgte bisher in einem einfachen Inkubator (s. Abb.) nach BUDDE (1980, zit. bei KÖHLER, 2004). Dieser besteht aus einem alten, rundum durch Styropor-Platten isolierten 25-l-Aquarium, das zu einem Drittel mit Wasser gefüllt ist und durch einen handelsüblichen regelbaren Aquarienheizstab beheizt wird. Ein kleiner Innenfilter fungiert als Umwälzpumpe, um den gesamten Wasserkörper auf die gleiche Temperatur zu bringen. Die relative Luftfeuchte im Inkubator liegt zwischen 89 und 96 %. Auf ein paar Ziegelsteinen stehen oberhalb der Wasseroberfläche die bekannten Grillenschachteln, die zuerst mit möglichst grobkörnigem Vermiculit befüllt waren; inzwischen verwende ich das Substrat des Eiablageplatzes. Dieses wird, falls nötig, vor der Einbettung der Eier mit handwarmem Wasser geringfügig (!) angefeuchtet, so dass es erdfeucht ist – denn bei ständig gleichmäßig hoher Substratfeuchte können die Eier verfrüht aufreißen:

Da das Geschlecht bei Chelodinen nicht von der Temperatur abhängig, sondern genetisch fixiert ist (SYMANSKI, 2004), liegen die Inkubations­temperaturen bei 29 bis 32 °C und sinken in der Nacht, wenn der Heizer abgeschaltet ist, auf 26 bis 27,5 °C. Die Temperatur wird mit einem normalen Aquarien- und einem digitalen Differenzthermometer überwacht. (Damit handelt es sich um eine offene Temperatursteuerung, welche auf meine Kontrolle angewiesen ist. Deshalb ist die Anschaffung eines Flächenbrüters geplant, der eine tägliche Temperaturkontrolle erübrigen sollte.)

Die Entwicklung der Eier (Ausbildung der typischen Befruchtungsmerkmale) setzt recht spät ein, bei einigen Gelegen bis zu 4 Wochen nach der Ablage. Deswegen lasse ich die Eier so lange wie möglich (d.h. bis sie platzen) im Inkubator. Augenscheinlich nicht befruchtete Eier werden dennoch von den anderen isoliert. Selbstverständlich wird der Inkubator täglich kontrolliert.

Unbefruchtete Eier bleiben mehr oder weniger (milch-)glasig gelblich, befruchtete zeigen, wie bei vielen anderen Schildkrötenarten auch, nach einer gewissen Zeit einen weißen Fleck, der sich dann innerhalb von ca. 1 bis 2 Tagen zu einem Ring um den „Äquator“ des Eies erweitert. Dieser Ring verbreitert sich dann, sodass die Eier nach ungefähr 3 bis 4 Tagen völlig weiß sind (diese Befruchtungsmerkmale sind aber nicht immer so eindeutig zu erkennen!).

Während des Keimlingswachstums nimmt die Größe der Eier etwas zu. Dabei zerspringt spätestens nach ungefähr drei Monaten nach und nach die äußere Kalkschicht der Eier in kleine „Felder“; sie werden dadurch leicht elastisch.

Die Befruchtungsrate bei rechtzeitig geborgenen Eiern lag bisher (je nach Gelege) bei 60 bis 90 %. Nachdem ich mein Weibchen 3 Monate getrennt vom Männchen hielt, legte es trotzdem am 1. 12. 2006 fünf Eier, von denen 3 befruchtet waren. Auch bei dieser Art findet also eine Samenspeicherung (Amphigonia retardata) statt.

Schlupf

Der Schlupfvorgang zieht sich über mehrere Stunden, manchmal sogar Tage hin. Weil sonst die Schlüpflinge mit ihrem Dottersackrest möglicherweise an der Eischale haften bleiben und das Ei dann nicht verlassen können, benetze ich die Eischale vorsichtig per Pipette mit etwas Wasser, wenn der Schlüpfling das Ei weit genug geöffnet hat und Atembewegungen zeigt.

Leider schlüpften aus den ersten drei Gelegen (2007) mit 21 gezeitigten Eiern nach 98 bis 110 Tagen nur 4 Jungtiere (Von diesen lebt inzwischen nur noch eines). Diesen bedauerlichen Umstand führe ich auf möglicherweise zu hohe und vor allem konstante Zeitigungstemperaturen zurück (wie sich herausstellte, war das Digitalthermometer des Inkubators defekt und zeigte zu niedrige Temperaturen an). Erhärtet wird diese Annahme durch die Hinfälligkeit der Tiere. Lediglich ein Exemplar entwickelte sich prächtig. Alle anderen verstarben bereits im Ei bzw. mehr oder weniger bald nach dem Schlupf. Mögliche weitere Gründe waren fehlendes UV-Licht und eine vielleicht nicht ausreichende Ernährung des Muttertieres.

Nach Umstellung der Ernährung, Installation von UV-Licht und verbesserter Inkubationsmethode (Tag- und Nachtschwankungen der Temperaturen!) schlüpften aus Gelege (Anfang August 2007 gelegt) vom 20. bis 28. Oktober sechs wesentlich kräftigere Jungtiere. Dennoch wiesen sie (wie bisher fast alle Schlüpflinge) Beschilderungsanomalien auf – besonders an den distalen Vertebralen und Costalen (Möglicherweise ist das darauf zurückzuführen, dass die Elterntiere eventuell Geschwister sind und beide ebenfalls Anomalien aufweisen und die Zeitigungstemperaturen immer noch zu hoch waren):

Die Schlüpflinge weisen eine ausgeprägte Querfaltung des Plastrons auf. Diese verschwindet innerhalb weniger Tage, spätestens nach den ersten Futteraufnahmen.

Aufzucht

Unterbringung

Auf eine Zwischenhälterung unter halbsterilen Bedingungen nach dem Schlupf in irgendwelchen Plastikdosen o.ä. Behältnissen habe ich mittlerweile verzichtet. Gleich nach dem Schlupf werden die Jungtiere in 33 x 50 cm große Aufzuchtbecken überführt und bei 6 bis 10 cm Wasserstand in Gruppen (zurzeit von je drei Tieren) getrennt gehalten.

Das Wasser wird in einem Außenfilter über Kokosfaser gefiltert, wodurch es sehr huminstoffhaltig ist. Vermutlich hat dieser hohe Huminstoffgehalt des Wassers bisher Pilz- oder bakterielle Infektionen verhindert.

Beleuchtet werden die Becken mit einer normalen Tageslicht-Leuchtstofflampe. Die Temperatur beträgt 26 bis 28°C. Als Sonnenplatz dienen Korkrindenstücke; als Wärmestrahler werden kleine Halogenleuchten eingesetzt. Die UV-Versorgung gewährleistet eine Osram-Ultra-Vitalux-Lampe.

Die Becken enthalten einen reich mit Tradescantia und Scindapsus bepflanzten Landteil. Die ins Wasser hängenden Triebe bilden reichlich Adventivwurzeln aus, die der Beckenstrukturierung dienen. Des Weiteren sind Schwimmpflanzen (Lemna minor, Riccia fluitans) und Javamoos vorhanden. Auf Bodengrund wurde bisher verzichtet.

Ernährung

Zwischen 3 und 7 Tagen nach dem Schlupf erfolgte bisher die erste Futteraufnahme. Ein großes Problem ist es, die Schlüpflinge ans Futter zu bekommen. Um sie zur Nahrungsaufnahme zu animieren, ist Lebendfutter unerlässlich. Besonders geeignet sind Artemien, Wasserflöhe und rote Mückenlarven. Leider ist dieses Futter nicht besonders kalziumreich, weshalb nach Möglichkeit bald zu angereichertem Frostfutter (rote, weiße und schwarze Mückenlarven, Mysis, Artemien, Daphnien, kleinste Marmorkrebse, Kristallgarnelen) übergegangen wird. Wenn dieses angenommen wird, lassen sich die Tiere danach auch bald an den erwähnten Futterpudding gewöhnen, der mit .

Kleine, lebende Guppys und Marmorkrebse sollten nur kontrolliert verfüttert werden. Wenn sie im Becken größer werden, belästigen sie die kleinen Schildkröten so stark, dass diese spürbar im Wachstum zurückbleiben (Lau, 2007).

Gefüttert wird in den ersten Wochen und Monaten täglich. Bis wirklich alle Tiere ans Futter gehen, wird etwas mehr verfüttert, als der Kopf der Tiere groß ist. Danach wird, um ein übermäßiges Wachstum und damit irreparable Organ­schäden zu ver­meiden, auf eine sparsamere, aber aus­reichende Fütterung geachtet. Gelegentlich werden auch Fasttage eingelegt.

Relativ schnell (innerhalb von 4 bis 5 Wochen) werden die (futterfesten) Tiere zutraulich und zeigen das gleiche Bettelverhalten wie ihre Eltern – mit den entsprechenden Konsequenzen.

Beobachtungen während der Aufzucht

Zwei der ersten Mai-Schlüpfinge („Knut“ und „Lars“) übernahmen K. und A. Lau, deren Erfahrungen bei der Aufzucht hier zitiert werden:

„Während der gemeinsamen Haltung in beschriebenem Becken zeigten sich zunächst keine Aggressionen, die Tiere gingen sich weitestgehend aus dem Weg und fraßen beide gut.

Nach ca. 3 Wochen zeigte sich, dass das kleinere Tier im Wachstum zurückblieb. Zudem versteckte sich es sich auch sehr oft und war nicht so bewegungsfreudig und lebhaft wie das größere. Daher wurden die beiden am 08.05.2007 getrennt. Das klei­nere Tier kam in ein zweites 60x30x30cm-Becken, dass ähnlich eingerichtet war wie das erste. Dort versteckte es sich weiterhin sehr viel und legte ein recht passives Verhalten an den Tag. Am 17. Mai zeigte sich, es nicht mehr tauchen konnte. Es hatte deutlich Auftrieb und konnte sich nur mit viel Mühe nach unten arbeiten, aber nicht dort bleiben. Fressen war dadurch so gut wie unmöglich. Nach einem Tierarztbesuch stand fest, dass das Tier eine schwere Rachitis hatte und ihm nicht zu helfen war. Daraufhin wurde es euthanasiert.

Das verbliebene Exemplar dagegen (…) entwickelte sich weiterhin recht gut.“ (Lau, 2007)

Die hier erwähnten rachitischen Probleme dürften auf anfängliche Haltungsfehler bei den Elterntieren (fehlendes UV-Licht, dadurch nicht ausreichende Kalzium­versorgung der sich entwickelnden Eier) zurückzuführen sein; die nach Umstellung der Haltungsbedingungen und Optimierung der Ernährung im Oktober 2007 geschlüpften Jungtiere erwiesen sich im Gegensatz zu obigen Ausführungen (vorerst) als relativ unkompliziert. Leider überlebte wohl nur ein Schlüpfling (“Bosse”) bis heute.

Die (futterfesten) Schlüpflinge wachsen bei entsprechender Fütterung relativ rasch heran. Erste Wachstumsringe an den Carapaxschilden konnten nach 8 Wochen festgestellt werden. Dennoch muss darauf geachtet werden, dass die Tierchen nicht zu schnell wachsen. Ein Schlüpfling ist möglicherweise deshalb verstorben. Auch sonst war die Sterblichkeit in den ersten Monaten ziemlich hoch, von insgesamt 34 Nachzuchten haben möglicherweise nur 6 überlebt (mir fehlen allerdings Rückmeldungen zweier Halter).

Die Geschlechtsreife erreichen die Tiere mit Panzerlängen von 14 (♂♂) bzw. 18 cm (♀♀) (Szymanski, 2004). Merkwürdigerweise haben meine beiden Tiere genau diese Maße…

Quellen

Die verschiedenen Postings zum Thema Chelodina mccordi entstammen einer Veröffentlichung in der SACALIA, wurden aber natürlich für diese Internetpräsenz aktualisiert. Es ist mir ein Bedürfnis, den verschiedenen Beteiligten auch an dieser Stelle zu danken.

Und es ist natürlich eine Selbstverständlichkeit, auch hier die verwendeten Quellen für besagten Artikel und mithin der Beiträge auf dieser Internetpräsenz zu nennen.

Danksagungen

Mein Dank gilt KARIN u. AXEL LAU (Berlin) für die freundliche Übernahme zweier Schlüpflinge, ihren Bericht über deren weitere Entwicklung und für die Korrektur genannten Artikels, STEPHAN BÖHM (Wiener Neustadt), der mich zur Niederschrift desselbigen anregte und mich dabei mit Rat und Tat unterstützte und ANDREAS BUDISCHEK und GERHARD SCHAFFER für dessen Veröffentlichung in der SACALIA.

Des Weiteren bedanke ich mich für die Bereitstellung von Literatur und viele nützliche Hinweise und Anregungen bei CHRISTOPHE BOURDOISEAU (Berlin), WIM FONTIJNE (Schiedam); BARBARA HAINDL (Gleinstätten), JOACHIM LANGULA (Erfurt), ELMAR MEIER (Münster), OLIVER RÖMPP (Aalen-Dewangen), PETER SILHENGST (Aschersleben), Dr. ULLRICH THIEME (Potsdam), MARTIN LEONHARD VOSS (Wuppertal) und ANTONIA ZINKER (Berlin).

Und ganz besonders danke ich PHAT für das Design dieser Website und die unendliche Geduld mit mir und meinem Hobby.

Literatur

CANN, J. (1998): Australian freshwater turtles. Beaumont Publ., Singapore.

FUKAREK, FRANZ ET AL. (1979): Die Pflanzenwelt der Erde. Urania-Verlag. Leipzig, Jena, Berlin.

HAACK WELTATLAS, 1982, 4. Aufl.

HENTSCHEL, E., WAGNER, G. (1976): Tiernamen und zoologische Fachwörter. VEB Gustav Fischer Verlag. Jena.

KÖHLER, G. (2004): Inkubation von Reptilieneiern. Grundlagen, Anleitungen, Erfahrungen. 2. erw. überarb. Aufl. Herpeton, Verlag Elke Köhler. Offenbach.

LANGULA, J. (1990): Haltungserfahrungen mit australischen Schlangenhals­schildkröten (Chelodina longicollis) sowie gelungene Nachzucht der Neuguinea-Schlangenhalsschildkröte (Chelodina novaeguineae). elaphe Nr. 1/1990, S. 1-4

LAU, K. U. A. (2007): Aufzucht von Chelodina mccordi. Unv. schriftl. Mitt.

LIEDKE, H., HENDL, M. (Hrsg., 1997): Lehrbuch der Allgemeinen Physischen Geographie. 3.Aufl. Julius Perthes Verlag. Gotha.

MEYERS LEXIKONREDAKTION (1989): Wie funktioniert das? Wetter und Klima. Meyers Lexikonverlag. Mannheim, Wien, Zürich.

MARAN, J., COUTARD, C. (2003): Note sur la reproduction en captivité de la Chélodine de McCord, Chelodina mccordi Rhodin,1994. Manouria 6 (19), pp. 24-29

MCCORD, W. P., JOSEPH-OUNI, M., HAGEN, C. (2007): A New Subspecies of Chelodina mccordi (Testudines: Chelidae) from Eastern Rote Island, Indonesia. Reptilia, Castelldefels. No. 52: p. 58 – 61.

OBST, F.-J., RICHTER, K., JACOB, U. (1984): Lexikon der Terraristik und Herpetologie. Edition Leipzig.

PHILIPPEN, H.-D. (2007): Die Schlangenhalsschildkröten Indo-Australiens. Marginata Nr. 15, Jg. 4(3), S. 10-17. NTV Natur und Tier – Verlag. Münster.

RHODIN, A.G.J. (1994): Chelid Turtles of the Australian Archipelago: II. A new Species of Chelodina from Roti Island, Indonesia. Breviora Nr. 498, pp. 1-31, Cambridge, Massachusetts

SCHULTZ, J. (1988): Die Ökozonen der Erde. Verlag Eugen Ulmer. Stuttgart

SEDLAG, U., WEINERT, E. (1987): Biogeographie, Artbildung, Evolution. Wörterbücher der Biologie. VEB Gustav Fischer Verlag. Jena.

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SYMANSKI, D. (2004): Haltung und Nachzucht von McCords Schlangenhalsschildkröte Chelodina mccordi Rhodin 1994. Radiata 13 (2).

WALLACE, A. R. (1867): Der Malayische Archipel: Die Heimath des Orang-Utan und des Paradiesvogels. Reiseerlebnisse und Studien über Land und Leute. Verlag der Pioniere. Berlin (Man möge mir die Schleichwerbung an dieser Stelle verzeihen, aber ich habe diese Neuausgabe selbst mit bearbeitet.)

WALTER, H., BRECKLE, S.-W. (1991): Ökologie der Erde. Bd. 2: Spezielle Ökologie der Tropen und Subtropen. Gustav Fischer Verlag, Stuttgart

Links (sofern nicht in den einzelnen Posts aufgeführt)

RÖMPP, O: http://www.chelodina.com/

ZWARTREPOORTE, H. (2005): The Roti island Snake-necked turtle (Chelodina mccordi). Current ex situ status and future in Europe: http://www.turtlesurvival.org/Chelodinamccordistatus+ESFstudbook.pdf

EUROPEAN STUDBOOK FOUNDATION: http://www.studbooks.org/

Klimadiagramme: Klimadiagramm Kupang (I), Klimadiagramm Kupang (II)